Lapshin.org
Комнатное
цветоводство

Листовые
суккуленты

Заказ растений
почтой по России

Секция
кактусистов

Путешествия
Ботанические сады

Экзотические
кактусы (статьи)

Комнатные
растения

Об Эписциях
(Геснериевые)
Start page Cultivar: e-magazine about exotic forms of Cactaceae Проект Валерия Калишева
журнал любителей кактусных аномалий
ENGLISH / Рус-Win1251
 Начало  I  Оглавление  I  Книга  I  Клубы  I  Ссылки  I  Редакция  I  Друзьям сайта  I  Контакты 
 
НОМЕР 2 (3):

Оглавление статей
Оглавление Книги
Оглавление выпуска


Рейтинг@Mail.ru

 
Новинки: ПЛАСТИДНЫЕ МУТАЦИИ
Н. Шемораков, Калужская область.

Пластиды состоят из специфических белков, ДНК и РНК. В зависимости от вырабатываемых пигментов, пластиды подразделяются на хлоропластиды (зеленый пигмент), хризопласты (желтый или коричневый), феопласты (бурый), родопласты (красный), и лейкопласты (бесцветный).

Количество пластид на одну клетку у разных видов высших и низших растений колеблется от одного до четырехсот и более. Количество пластид на одну клетку зависит от специализации клетки, ее возраста, пространственного расположения и многих других причин.

Внутренняя структура пластид сложная - в них найдена мембранная система типа эндоплазматического ретикулума. ДНК пластид по составу азотистых оснований отличается от ДНК хромосом клетки, а РНК пластидных рибосом - от рибосомальных РНК цитоплазмы. Генетическая информация пластид заключена в пластидной ДНК. Установлено, что пластиды размножаются поперечным делением и расходятся в дочерние клетки во время мейтоза и мейоза.

Клетки, утратившие пластиды, не способны их образовывать заново. Так, одноклеточная Euglena mesmily имеет около 100 пластид, но если ее содержать в темноте, то репродукция пластид затормозится, и, по мере деления клеток, могут возникнуть особи совсем лишенные пластид, не способные заново их образовывать. В культуре такие особи могут существовать только на питательной среде.

Некоторыми авторами наличие пластид в растительных клетках рассматривается как симбиоз между простейшими одноклеточными водорослями и высшими растениями.

Пластиды в клетках растений ведут себя совершенно автономно. Цитоплазма клеток растений для пластид является средой обитания. В этой среде пластиды адаптируются или погибают. Имеет место естественный отбор пластид в цитоплазме. Высшие растения поневоле находятся в прямой зависимости от деятельности пластид, ибо если семя растения прорастет на каком-то месте с плохой освещенностью, то хлоропласты не смогут фотосинтезировать и проросток не сможет осуществлять внутриклеточный биосинтез, а значит он обречен на вымирание. Растения тянутся к свету "исполняя волю хлоропластов". Неосвещенная прямым солнечным светом сторона побега растет гораздо быстрее чем освещенная. И это несмотря на то, что биосинтез протекает намного активнее в клетках освещенной солнцем стороны побега. В этом случае растение "исполняет волю пластид" - "старается осветить" неосвещенную часть клеток. Это качество зеленые растения выработали на протяжении эволюции. Индивидуумы, не обладающие подобным качеством, погибали, не оставив потомства. Особи, обладающие этим качеством, оставляли потомство с таким же свойством, а особи с отклонением от подобной нормы реакции уничтожались в процессе естественного отбора. Побег стремится к свету, невзирая на его интенсивность. Этот процесс имеет очень сложный механизм взаимодействия клеток растений и пластид.

Жизнедеятельность пластид зависит не только от достаточного количества солнечного света, но и от химического состава и физического состояния цитоплазмы клетки. Как и клетки высших растений пластиды могут нормально функционировать и размножаться лишь в оптимальных условиях. При определенных генотипах клеточного ядра цитоплазма может иметь химический состав, неприемлемый для нормального функционирования всех типов пластид. В этом случае пластиды не могут синтезировать один или несколько пигментов, например: хлорофилл А и ксантофиллы, и мы можем наблюдать малохлорофилльность и даже бесхлорофилльность.

При оптимальных условиях освещенности побега между хлоропластами, хромопластами и лейкопластами существует определенный баланс, характерный для таксона. При измененных условиях освещенности этот баланс изменяется в ту или другую сторону. Пластиды чутко реагируют на количество света, на его интенсивность и спектральный состав. Если возрастает доля ультрафиолетовых (УФ) лучей, побег краснеет. Что происходит? В эпидермальном слое клеток часть пластид начинает синтезировать каратиноиды. Пластиды, находящиеся в субэпидермальных слоях клеток, при незначительном увеличении доли ультрафиолетовых лучей могут, в крайнем случае, начать синтезировать в тех или иных количествах каратиноиды вместе с хлорофиллом. Количество вырабатываемых каратиноидов внутри пластиды будет напрямую зависеть от интенсивности воздействия УФ лучей. Однако, пластиды, содержащие значительное количество каротиноидов (хлоропласты), "окажут добрую услугу" пластидам, находящимся под ними. Хлоропласты поглощают УФ лучи, создают некоторую фильтрацию проходящего через них света, рассеивание света и его преломление, тем самым ослабляя интенсивность воздействия света на низлежащие пластиды.

Как только интенсивность светового воздействия ослабевает, количественное соотношение пластид разной окраски возвращается к исходному относительному балансу. Благодаря подобным способностям пластид побег растения может "тянуться" к источнику света, невзирая на интенсивность светового воздействия. Разумеется, данная способность пластид не беспредельна и, при преодолении определенного порога интенсивности светового воздействия, интенсивность фотосинтеза уменьшается. Это приводит к остановке роста побега, а иногда и к его гибели. Нерешенным остается вопрос о том, каким образом пластиды реагируют на физические и химические раздражители? Каким образом увеличение концентрации солей в клеточном соке или увеличение интенсивности светового воздействия принуждает некоторые пластиды вырабатывать не хлорофилл, а иные пигменты? Наиболее вероятно, что нуклеиновые кислоты пластид (ДНК и РНК) очень чувствительны как к физическим, так и к химическим раздражителям, и именно они изменяют направление синтеза внутри пластиды в ту или иную сторону. Это означает: чтобы изменить биосинтез внутри пластиды, пластидная ДНК и РНК должны измениться сами, причем изменение ДНК пластид должны быть обязательно обратимыми, потому что условия среды обитания пластид как физические, так и химические, периодически изменяются. Если ДНК пластиды изменится необратимо, это приведет пластиду к узкой специализации. Следовательно, такая пластида сможет существовать и функционировать лишь при строго определенных условиях как внешней, так и внутриклеточной среды. Состояние внутриклеточной среды периодически изменяется, и одна из перемен может привести пластиду к гибели. Но в большинстве случаев этого не происходит. Это означает, что при химических и физических воздействиях происходят обратимые изменения ДНК пластид. Эти изменения нельзя назвать типичными мутациями. Изменения транспортных или информационных РНК пластид могут быть как обратимыми, так и необратимыми. Это не имеет для пластиды большого значения, так как эти РНК могут синтезироваться вновь в измененном виде, в соответствии с пластидной ДНК.

УФ лучи способны возбуждать электронные оболочки, в результате чего образуются фотоэлектроны, которые вызывают различные химические реакции, приводящие к мутациям (М.Е. Лобашов, 1967 г.). Благодаря большей длине волны УФ лучи плохо проникают во внутренние ткани растения. УФ лучи наиболее эффективны в вызывании мутации у одноклеточных организмов, так как легко достигают ядра клетки.

Чем же являются пластиды? Это одноклеточные безъядерные организмы (прокариоты) внутри растительной клетки. В эпидермальном и субэпидермальном слоях клеток пластиды подвержены мутагенному действию УФ лучей. В настоящее время доказано мутагенное действие УФ лучей для всех организмов, у которых возможна непосредственное облучение ДНК. Пластиды не являются исключением, ибо клеточные оболочки и оболочки самой пластиды являются очень слабой преградой для УФ лучей.

Наибольшая мутагенная активность УФ лучей связана с длинной волны от 2500 до 2800A. Дело в том, что нуклеиновые кислоты поглощают волны как раз именно этой части спектра, то есть около 2600 A.. Лучи с такой длиной волны наиболее эффективно разрушают ДНК, и, по-видимому, этим обьясняется высокая чувствительность к ним нуклеиновых кислот. Волны этой части УФ спектра, вероятно, именно поэтому обладают наибольшим бактерицидным действием (М.Е. Лобашов, 1967 г.).

УФ лучи относят к электромагнитным колебаниям, но ионизации они не вызывают, их действие на организм связано с образованием в облученных участках возбужденных молекул и атомов (Г.В. Гуляев, 1971 г.). Благодаря подобному действию УФ лучи, воздействуя на молекулу ДНК, образуют в ней новые химические связи (Н.П. Дубинин, 1970 г.). Вновь возникшие связи в молекуле пластидной ДНК приведут к изменениям наследственной информации. Такую молекулу ДНК можно признать мутировавшей, а значит не способной реагировать на обычные изменения внешней среды с прежней нормой реакции. Однако, в большинстве случаев молекула ДНК может восстанавливать свою первоначальную структуру. Пластиды представителей семейства Cactaceae не являются исключением из правил. Новой главой в развитии молекулярной генетики стало учение о системе репарирующих ферментов, исправляющих повреждения генетических структур, вызванных облучением или химическими агентами. Первоначально репарирующие системы были найдены только у бактерий и фагов, но затем были получены доказательства что репарация активно осуществляется и в грибах, и в водорослях, и в клетках высших растений (Н.П. Дубинин, 1970 г.). Пластиды не являются исключением.

Наиболее хорошо изучены два вида репараций: фотореактивация и темновая репарация. Под фотореактивацией понимают восстановление ДНК клеток, предварительно облученных УФ лучами, а затем освещенных видимым светом. Обязательным условием фотореактивации является наличие фотореактивирующего фермента. Однако, было найдено, что в некоторых случаях наблюдается реактивация не только при освещении облученных УФ лучами клеток видимым светом, но и в темноте. Этот вид реактивации, не связанный с квантами света, был назван темновой репарацией. Ее молекулярный механизм в корне отличен от фотореактивации. При темновой репарации могут восстанавливаться повреждения, нанесенные различными воздействиями как лучевой, так и химической природы. Репарирующие ферменты системы темновой репарации "узнают" любые изменения ДНК, нарушающие правильность двойной спирали Уотсона - Крика (нарушение вторичной конфигурации ДНК), "вырезают" их, и после этого с помощью репаративного синтеза, восстанавливают нативную структуру.

Описано множество других систем репарации. В их числе следует упомянуть тепловую реактивацию, реактивацию при выдерживании в жидкой среде и другие.

При усилении интенсивности воздействия УФ излучения хлоропласты и лейкопласты начинают синтезировать карaтиноиды. Это защитная реакция пластид. Команду этому синтезу дают нуклеиновые кислоты пластид. Каким образом? Нуклеиновые кислоты пластиды изменяются при интенсивности воздействия, отличающейся от оптимальной. Благодаря этим изменениям пластида начинает синтезировать другие пигменты. Далее нуклеиновые кислоты пластиды восстанавливаются, благодаря уменьшению воздействия лучей определенного спектра. Следовательно, изменения нуклеиновых кислот пластиды подвергаются репарации, а значит эти изменения обратимы.

Время, необходимое для репарации измененной пластидной ДНК, различно у разных групп растений. Это время бывает различно у растений одного и того же вида, содержащихся в различных условиях или имеющих различную интенсивность питания ("Эксперимент с плодами ариокарпуса (Ariocarpus)", З.Д. Семеренко). Здесь имеет место репарация пластидных ДНК в инициальных клетках побега при увеличении интенсивности питания, благодаря прививке, а также репарация пластидных ДНК в дифференцированных клетках.

В семействе Сaсtaceae имеет место и другой вид репарации пластидной ДНК. Я бы назвал этот процесс мейотической репарацией.

Малохлорофилльные растения из многих родов семейства Сaсtaceae способны давать семена. Однако, подавляющее большинство сеянцев, выращенных из этих семян, имеют нормальную зеленую окраску (Ф. Дорнинг, 1986 г.). Это пример обратимости пластидной мутации в процессе мейоза. Что же происходит? По тем или иным причинам некоторые сеянцы в возрасте нескольких дней имеют белую, розовую или желтую окраску эпидермиса. В дальнейшем эти сеянцы быстро исчерпывают из гипокотиля запас питательных веществ и, если их вовремя не привили, погибают. Количество хлоропластов в таких сеянцах невелико - не более ? от общего количества пластид. Фотосинтез в клетках таких сеянцев протекает с очень малой интенсивностью. Общая интенсивность биосинтеза в таких сеянцах крайне мала, и это делает невозможным их развитие. Мутировавшие пластиды не способны вырабатывать хлорофилл. Спасает такие сеянцы от гибели только прививка. В этом случае подвой синтезирует органические вещества и для себя и для привоя.

При соответствующем уходе прививка зацветает. В процессе мейоза образуются половые клетки. Цитоплазма яйцеклетки вместе с пластидами образуют зародыш семени. Далее происходит чудо. Созревшие семена прорастают и дают зеленые всходы на 99 % и более ("Бесхлорофилльные астрофитумы", В. Хааге, О. Садовский). Безусловно произошла репарация мутировавших ДНК пластид либо в процессе мейоза, либо на начальном этапе эмбрионального периода онтогенеза. Но так или иначе пластидные мутации при генеративном размножении "цветных форм" кактусов потомству не передаются. Однако, сказанное выше справедливо лишь для пластидных мутаций, которые возникли не под влиянием клеточного ядра, а по каким-либо другим причинам.

Некоторые представители семейства Сaсtaceae имеют неоднородную окраску эпидермиса стебля. Причем эта особенность в подавляющем большинстве случаев является наследственной. Примером этой особенности может послужить всем известный Gymnocalycium michanovichii и его варитеты. Пятна и полоски на эпидермисе у представителей данного вида можно объяснить изменением баланса между хромопластами, хлоропластами и другими группами пластид в отдельных клетках под влиянием клеточных ядер. По-видимому, зигота в процессе метотического деления образует клетки с несколькими различающимися генотипами ядер. Следовательно, данная особенность будет наследоваться по законам Менделя. Иногда в посевах семян Gymnocalycium mihanovichii var. friedrichii появляются всходы чисто красного или пурпурного цвета. Количество хлоропластов в клетках эпидермы не более 1/3 от общего количества пластид. Остальные пластиды являются мутировавшими, синтез хлорофилла для них невозможен. Эти мутации возникают в пластидах под влиянием клеточного ядра. Ядерный ген (или группа генов), приводящий большинство пластид к мутации, может быть, в данном случае, только рецессивным. Дело в том, что перекрестно опыляемый Gymnocalycium michanovichi и все его варитеты в достаточной мере гетерозиготны и очень изменчивы, даже в пределах одной популяции. Безусловно, ядерные гены, приводящие пластидные ДНК к мутации, имеют мутационное происхождение.

Для того чтобы зародыш семени был малохлорофилльным, он должен образоваться из зиготы, возникшей путем слияния гамет, несущих только данные рецессивные гены. Вероятность образования такой зиготы из "диких семян" крайне невелика. Однако, в коллекциях, где из поколения в поколение отбирались растения с преобладанием красноватых оттенков эпидермиса, эта вероятность несколько увеличивается.

Если зигота будет образована путем слияния гамет, несущих одна доминантные, а другая рецессивные гены, то зародыш будет гетерозиготным и его пластиды будут "краснеть" или "зеленеть" в зависимости от интенсивности освещения, то есть в этом случае пластиды мутировать не будут или мутировать будет их очень малая часть. Сказанное выше справедливо в том случае, если гаметы Gymnocalycium mihanovichii var. friedrichii гаплоидны. Если гаметы диплоидны и, тем более, триплоидны, то шансы для образования гомозиготного рецессивного по данному гену зародыша ничтожно малы.

Малохлорофилльные всходы иногда появляются при посевах семян межвидовых гибридов. В этом случае имеет место комбинация определенных генов в ядре зиготы, вызывающая мутации пластид. Возможно, такая клетка синтезирует соединения, препятствующие синтезу хлорофилла. В редких случаях все потомство от межвидового скрещивания "получается" малохлорофилльным. Примером могут послужить два гибрида:Pseudolobivia kermesina x Echinopsis eyriesii и Pseudolobivia kermesina x Echinopsis eyriesii var. grandiflora.

Остается лишь пожалеть, что И. Ватанабе в 1941 г. не продолжил скрещивание и искусственный отбор, а занялся селекционными прививками. Если путем самоопыления получить семена Gymnocalycium mihanovichii ?Hibotan?. который вывел И. Ватанабе, то лишь малая часть этих семян даст розовые всходы (не красные), другая же часть всходов будет иметь зеленоватую или коричневатую окраску с розовым оттенком различной степени интенсивности. Размножать "цветные" формы путем прививки боковых побегов гораздо проще, чем прививкой 5-10 дневных сеянцев на временные подвои, с последующей перепрививкой на постоянные. Но лишь прививая крохотные малохлорофилльные сеянцы и скрещивая их в дальнейшем между собой, а потом, отбирая малохлорофилльные индивидумы в потомстве многократно, рано или поздно можно будет получить устойчивые рецессивные гомозиготные формы того же Gymnocalycium mihanovichii ?Hibotan?.

Ориентируясь на морфологические признаки и постоянно выбраковывая особи без явных отклонений от зеленой окраски эпидермиса, можно добиться полного исчезновения в потомстве доминантных генов, не вызывающих мутации пластид.

Подобный отбор можно вести не только в рамках Gymnocalycium michanovichi, но и с другими представителями данного рода, а также с представителями других родов и с гибридами, имеющими заметные отклонения от зеленой окраски эпидермиса. Единственным условием для отбора является наличие отклонений в окраске эпидермиса от чисто зеленого цвета при оптимальных условиях среды хотя бы у одного из родительских растений. Все сказанное выше относится и к растениям, имеющим в оптимальных условиях различную окраску эпидермиса в определенных участках стебля. Путем постоянного отбора особей и скрещивания их между собой можно добиться максимальной выраженности и константности данного признака. Однако и при получении двух-трехцветных растений большинство авторов прибегают к помощи, опять-таки, селекционных прививок. В результате получаются растения, способные сохранять свои "цветные" признаки только при вегетативном размножении (путем клонирования).

Можно получить пластидные мутации путем воздействия мутагенов как физической, так и химической природы на прорастающие семена, половые клетки родителей, а также на сеянцы в возрасте нескольких дней и даже недель. Воздействуя небольшими концентрациями химических мутагенов и небольшими дозами УФ облучения на прорастающие семена можно добиться возникновения мутаций в ДНК пластид, благодаря высокой чувствительности пластидных ДНК к внешним воздействиям.

Большинство возникающих пластидных мутаций являются обратимыми, независимо от того, чем они вызваны: действием ядерных генов, перепадом температур, облучением УФ лучами или воздействием химических соединений. Но при вегетативном размножении в большинстве случаев малохлорофилльность сохраняется, да и воздействовать любыми мутагенами намного проще, чем делать селекционные прививки. Это делает воздействие мутагенами гораздо более простым и быстрым способом получения "цветных" форм кактусов, нежели селекционные прививки.

Если на совсем крохотные сеянцы воздействовать резким понижением температуры, то пространственная длина спирали пластидной ДНК сократится - это общеизвестный факт. Так ведут себя все нуклеиновые кислоты. Однако, сокращение длины пластидной ДНК будет сохраняться и после действия низкой температуры примерно у половины пластид наружных слоев клеток Astrophytum asterias var. nudum. Пластиды с укороченной молекулой ДНК перестанут вырабатывать хлорофилл. Это касается не только дифференцированных клеток эпидермиса, но и субэпидермальных слоев клеток, а также инициальных клеток апекса побега сеянца. Инициальные клетки будут делиться и давать начало новым малохлорофилльным клеткам. В конечном итоге новый прирост наружных слоев клеток сеянца будет содержать около половины зеленых пластид от общего их количества, а возможно и еще меньше.

Не имеет большого значения, где воздействуют на сеянец перепадом температур - в посевной плошке или на прививке. Главное, чтобы перепад температур был как можно более резким, сеянец был достаточно мал (не более 4 мм в диаметре), а разница между высокой и низкой температурой составляла не менее 40 °С. Разумеется, перемещать месячный сеянец Astrophytum asterias var. nudum. из теплички с температурой воздуха +35 °С в холодильник с температурой воздуха -5 °С было бы большой ошибкой. Нужно учитывать условия развития видов в природе. Если нижний предел самого холодного месяца в местах обитания Astrophytum asterias var. nudum составляет около +8 °C, то не стоит занижать её более чем на 8 °С, то есть не нужно ставить "разогретый" сеянец в холодильник с температурой воздуха ниже 0 °С, какова бы ни была до этого температура воздуха в тепличке. Однако подобное обращение не причинит, по понятным причинам, большого вреда представителям родов Rebutia, Lobivia, Opuntia, большинству представителей чилийских родов, даже если температуру в холодильнике установить на отметке -7 °С. Время пребывания в холодильнике находится экспериментальным путем в зависимости от вида и диаметра сеянца. При подобном воздействии каждый вид требует индивидуального подхода. По моим наблюдениям время "промораживания" не должно превышать 25 минут. Например, сеянец Astrophytum asterias var. nudum. диаметром 4 мм был нагрет в тепличке при температуре около 40 °С, потом был быстро помещен в холодильник на полку с температурой 0 °С, где простоял 20 минут. Далее сеянец был помещен в теплое притененное место и на другой день привит на невысокий Cereus peruvianus. Через несколько дней после прививки ярко-зеленая окраска сеянца начала бледнеть. Примерно через пару недель сеянец начал расти. Теперь его окраска бледно-желто-зеленая, данному таксону совершенно не присущая. Изменяя разницу между высокой и низкой температурами, а также меняя время пребывания сеянцев в холодильнике, можно повреждать различное количество пластид, тем самым изменяя интенсивность желтой или красной окраски эпидермиса сеянца. Самое главное, чтобы резкое падение температур затронуло инициальные клетки апекса побега сеянца, поскольку именно эти клетки осуществляют рост наружных клеточных слоев.

На подобный эксперимент меня натолкнула история с моим Melocactus peruvianus. Когда этому растению было 5 лет, я случайно забыл убрать его с балкона в конце сентября. Я находился в другом городе, когда почувствовал, что к вечеру похолодало. Утром я спешно вернулся домой, с ужасом взирая на подернутые льдом лужи и иней на траве. Мой балкон на 2-м этаже, но он не застеклен. Иней на кактусах "поселиться не успел", однако термометр в одном из горшков показывал -2 °С. Для подавляющего большинства кактусов 10 часовое пребывание на воздухе при такой температуре не причинило бы вреда, но Melocactus peruvianus - из разряда теплолюбивых видов. Он всегда зимовал у меня при температуре около +10 °С. Я быстро убрал его.

Через несколько дней я обнаружил на обращенной к свету стороне Melocactus peruvianus поперечную цепочку беловатых пятен небольшого диаметра - это были последствия воздействия непривычных мелокактусу низких температур. Прошло 4 года, а пятна на стебле этого растения сохранились. Причины существования этих пятен вполне ясны. Повреждены пластиды в наружных дифференцированных клетках, хотя сами клетки остались невредимыми. Мороз не успел добраться до инициальных клеток, поскольку растение имело диаметр около 6 см. Очень резкого перепада температур опять же не было. Это и сохранило большинство пластид в неизменном состоянии.

Синтез хлорофилла зависит от множества условий: от структуры пластиды, от разнообразных ферментов как цитоплазмы, так и внутри пластиды и т.д. Значит, если любое из этих условий нарушено, хлорофилл не сможет образоваться.

Если возникла мутация пластидной ДНК, то теоретически возможно как нарушение структуры пластиды, так и остановка синтеза определенного фермента или группы ферментов. Все зависит от рода пластидной мутации. Но так или иначе такая измененная пластида делится многократно, увеличивая внутри клетки число мутированных пластид. Клетка делится, и мутировавшие пластиды попадают в дочернюю клетку.

Следует отметить, что мутации ядерных ДНК клетки вызвать нелегко. Эти ДНК способны мутировать лишь при довольно мощном физическом или химическом воздействии. По крайне мере оговоренный выше резкий перепад температур мутаций ядерных ДНК не вызовет. Пластиды же являются очень чувствительной к изменениям среды системой, и могут мутировать при любых "непривычных" им условиях. Главное следить за тем, чтобы пластиды не адаптировались к этим условиям.

Я пробовал облучать прорастающие семена различных видов рода Astrophytum, а также семена их гибридов УФ лучами вдвое большей интенсивности, чем интенсивность УФ излучения Солнца в полуденные часы. Облучение было однократным и не очень продолжительным - 15 минут. Но для только-только появившихся проростков это было сверхмощным воздействием. На это воздействие пластиды отреагировали фенотипически через 2-3 дня. Облученные всходы стали малохлорофильными. Семена же, не успевшие прорасти к моменту облучения, дали чисто зеленые всходы. Один из сеянцев Astrophytum senile var. aureum получился двухцветным: одно ребро желтое, остальные зеленые. Видимо семенная кожура надежно защищает проросток от УФ воздействия, но если она лопается, то через трещину на проросток попадает узкий пучок УФ лучей. В этом случае пластиды облученных клеток мутируют, а пластиды не облученных клеток остаются неизменными. Случай, конечно, редкий, но попытаться получать подобным образом двухцветные сеянцы можно, если научиться в нужных местах царапать семенную кожуру острой тонкой иглой.

Общеизвестный факт, что в период репликации разъединяющиеся цепи молекулы ДНК особенно чувствительны к мутагенам любой природы, и, следовательно, воздействие на них в это время должно значительно повышать эффективность мутационных процессов. Это означает, что легче всего получить пластидные мутации именно в период вегетации растения, когда большинство пластид активно делится. Используя УФ лучи, можно последовательно денатурировать молекулы ДНК, и одновременно с этим воздействовать на разъединяющиеся цепочки молекул химическими мутагенами. Экспериментами на низших организмах установлено, что химические мутагены оказываются особенно эффективными, если их применение сочетается с УФ облучением (Г.В. Гуляев, 1971 г.).

Пластиды являются, без всякого сомнения, низшими организмами. И если бы комбинированными воздействиями (УФ лучи, температурные перепады, химические мутагены) удалось бы вызвать необратимые мутации пластид, то множество проблем "цветного" кактусоводства оказались бы решенными. Особи, содержащие большинство необратимо мутировавших пластид, можно было бы размножать как вегетативно, так и генеративно. В обоих случаях малохлорофильность сохранялась бы. Такие особи можно было бы опылять пыльцой экземпляров с немутировавшими пластидами и получать малохлорофильное потомство с цветками как у отцовского растения. Количество межвидовых и даже межродовых гибридов в семействе Cactaceae очень велико. Селекция "цветных" форм имела бы очень большие перспективы, если бы не так жизненно необходимые пластидам репарирующие гены и ДНК.

Проверка пластидных мутаций, полученных в результате комбинированных воздействий, на обратимость может занять долгие годы. Может вызывать и тем более проверять на обратимость подобные мутации нет смысла? Но, по-моему, подобные мутации должны быть интересны как в научном, так и в коммерческом плане. При попытках получения малохлорофильных всходов не следует забывать о возникновении как пластидных, так и ядерных мутаций при старении семян.

М. С. Навашин в 1933 г. установил повышение частоты мутаций в процессе старения семян у Grepus tectorum . Это открытие нашло подтверждение в опытах А. Блэксли на Datura stramonium и в ряде других исследований на различных растениях. Так в опытах Г. Штуббе частота рецессивных мутаций у семян львиного зева, хранившихся в течение 5-10 лет повышалась до 14 % по сравнению с 1,5 % у свежесобранных семян.

В результате цитологических исследований М.С. Навашин установил, что частота хромосомных аномалий, в особенности разрывов хромосом, возрастает по мере снижения всхожести семян. Старение семян идет тем быстрее, чем интенсивнее в них протекают процессы обмена веществ. Это было доказано прямыми опытами. У семян, хранящихся при низкой температуре или в условиях, близких к анаэробным, когда их старение замедляется, наблюдается значительно меньше хромосомных мутаций по сравнению с семенами, хранящимися в условиях нормального доступа воздуха и при комнатной температуре. Повышение частоты мутаций в хранящихся семенах связано с возрастанием концентрации мутагенных метаболитов (автомутагенов), к которым относят молочную и уксусную кислоты, альдегиды, алкалоиды, кумарины и многие производные пуринов. Это те же самые вещества с помощью которых получают искусственные мутации селекционеры.

    От составителя. Таким образом, по мнению автора, цветные формы можно получать, используя, по крайней мере, три способа: 1) переохлаждение всходов; 2) воздействие на всходы УФ лучей; 3) старые семена при посеве.

    Если кто-то может поделиться своими знаниями по получению цветных форм другими способами, Ваши статьи будут приветствоваться.

Перевод на английский язык Ирины Кудиной, г. Москва, Россия. E-mail: irink@os2.ru.

 

Cultivar e-magazin: Copyright (c) by Valery Kalishev, Chelyabinsk, Russia, since 2000.
Design and hosting by Peter Lapshin, since 2002. Contacts: Peter Lapshin

  Рейтинг@Mail.ru